Ausbildung „Biotechnologie“

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„Biosensoren & Biochips für eine nachhaltige Zukunft“

Basisniveau

Biochips erschienen in den 1980er Jahren als innovative Mikrotechnologie-Plattform zur Analyse von Biomolekülen.

Biosensoren & Biochips: Ein Überblick

Biochips erschienen in den 1980er Jahren als innovative Mikrotechnologie-Plattform zur Analyse von Biomolekülen. An den zugrunde liegenden Technologien sind verschiedene Technologien beteiligt, wie Life Sciences, Informationstechnologie, Mikroelektronik und Mikromechanik. Biochips gelten als hochleistungsfähige, miniaturisierte, automatisierte und kostengünstige Funktionen als wichtige potenzielle Instrumente in der modernen Life-Science-Forschung, der medizinischen Diagnose, der Wirkstoffforschung, der Überwachung der Lebensmittelsicherheit und der Landwirtschaft. Von Biochips wird erwartet, dass sie die Geschwindigkeit und den Umfang des Analyseprozesses drastisch erhöhen und einen enormen wirtschaftlichen Wert bieten. Darüber hinaus haben in den letzten Jahren zahlreiche Regierungen und Industrieunternehmen weltweit massiv in diesen Sektor investiert. Die Biochip-Technologie befindet sich vorerst noch in ihrer frühen Entwicklung. Dies ist ein Bereich, der sich ständig verändert. Die Zukunft der Biochip-Forschung und -Entwicklung ist rosig. In diesem Bereich herrscht ein heftiger Wettbewerb.

In der biomedizinischen und Life-Science-Forschung ist die Miniaturisierung chemischer und biomedizinischer Laborprozesse auf Mikrochips ein schnell wachsendes Feld. Lab-on-Chip-Technologien werden gegenüber ihren Gegenstücken in Makrogröße viele Vorteile bringen. Insbesondere führen höhere Oberflächen-zu-Volumen-Verhältnisse zu reduzierten Chemikalienanforderungen, reduziertem Abfall, besserer Kontrolle, schneller Verarbeitung und signifikanter Fähigkeit zur parallelen Verarbeitung und Prozessintegration. Lab-on-Chip-Technologien haben das Potenzial, erhebliche sozioökonomische Auswirkungen zu haben. In der Labormedizin bieten vollständig integrierte Mikrogeräte für die chemische Synthese und Krankheitsdiagnose einen wissenschaftlichen Durchbruch und einen Paradigmenwechsel in der chemischen Verarbeitung. Das Humangenomprojekt hat einen großen Beitrag zu dieser Technologie geleistet.

Im Bereich der Analytik ermöglichen Biosensoren wichtige Innovationen, die durch Entwicklungen in der synthetischen Biologie erleichtert werden. Das Potenzial von Biosensoren, eine Vielzahl von Molekülen einfach und präzise zu identifizieren, macht sie für eine Vielzahl von industriellen, medizinischen, ökologischen und wissenschaftlichen Anwendungen von großer Bedeutung. Die Designstrategien von Biosensoren sind ebenso zahlreich wie ihre Anwendungen, wobei die wichtigsten Gruppen von Biosensoren Nukleinsäuren, Proteine und Transkriptionsfaktoren umfassen. Basierend auf der erwarteten Verwendung und den für eine optimale Leistung erforderlichen Parametern hat jeder dieser Biosensortypen Vorteile und Einschränkungen, insbesondere Aspekte wie Ligandenspezifität, Sensitivität, Dynamikbereich, Funktionsumfang, Ausgabemodus, Aktivierungszeit und Benutzerfreundlichkeit,

Blaupausen für Biosensoren: Design & Betrieb

Biosensoren sind Sensoren, die Bioerkennungsprozesse durch einen physikalisch-chemischen Wandler in beobachtbare Signale umwandeln, wobei elektronische und optische Techniken als zwei Hauptwandler dienen. Die Entwicklung von Biosensoren trägt dem schnell steigenden Bedarf an klinischer Diagnostik Rechnung. Durch den Einsatz von Biosensoren ergibt sich eine Kombination von Vorteilen. Biosensoren sind erstens hochempfindlich. Dies liegt daran, dass Biomoleküle eine hohe Affinität zu ihren Zielen haben, zum Beispiel fangen Antikörper Antigene mit einer Dissoziationskonstante im nanomolaren Maßstab ein und DNA-DNA-Wechselwirkungen sind so viel stärker als Antigen-Antikörper. Zweitens ist die biologische Erkennung typischerweise sehr selektiv. Enzym und Substrat ähneln beispielsweise einem Schloss und einem Schlüssel. Eine derart hohe Selektivität führt häufig zu selektiven Biosensoren. Drittens, die Herstellung von kostengünstigen, integrierten und gebrauchsfertigen Biosensorvorrichtungen ist aufgrund der Entwicklung der modernen Elektronikindustrie relativ einfach zu entwickeln. Die Möglichkeit, Krankheitserreger nachzuweisen oder genetische Analysen in Krankenhäusern durchzuführen, wird durch diese biologischen Sensoren sicherlich verbessert; Noch wichtiger ist, dass sie besonders für kleine Kliniken und sogar Point-of-Care-Analysen nützlich sind.

Für Biosensoren mit klinischen Anwendungen wurde eine Reihe neuer Techniken entwickelt. Biosensoren sind im Allgemeinen analytische Geräte, die aus einem Element der biologischen Erkennung und einem optischen/elektronischen Wandler aufgebaut sind. Das biologische Element ist für das Einfangen von Lösungsanalyten verantwortlich und der Transducer wandelt das Bindungsereignis in eine messbare Signalvariation um. Aufgrund der Art der Erkennung könnten enzymbasierte Biosensoren, immunologische Biosensoren und DNA-Biosensoren die Art von Biosensoren kategorisieren. Darüber hinaus stehen je nach Wandlertyp elektronische Biosensoren (elektrisch oder elektrochemisch), optische Biosensoren (Fluoreszenz, Oberflächenplasmonenresonanz oder Raman) und piezoelektrische Biosensoren (Quarzkristall-Mikrowaage) zur Verfügung.

Elektrochemische Biosensoren

Für die biologische Sensorik, bei der Elektroden entweder als Elektronendonatoren oder Elektronenakzeptoren fungieren, sind elektrochemische Techniken besonders nützlich. Umfangreiche elektrochemische Experimente haben gezeigt, dass die Marcus-Elektronentransfertheorie auch mit einem heterogenen Elektronentransfer zwischen Elektroden und oberflächenbegrenzten Redoxmolekülen übereinstimmt, ähnlich wie Donor-Akzeptor-Paare in homogenen Lösungen. Dies bedeutet, dass kleine Abstandsänderungen in Redox-Oberflächen-begrenzten Molekülen große Variationen in den heterogenen Elektronentransferraten verursachen können, die sich in nachweisbare Änderungen elektrochemischer Signale niederschlagen sollen. Hellinga und Mitarbeiter schlugen beispielsweise eine elektrochemische Sensorstrategie vor, die Proteinliganden-vermittelte Scharnierbeugungsbewegungen nutzt. Zunächst wurde eine Goldelektrode mit einer selbstorganisierten Monoschicht (SAM) beschichtet. was eine vielseitige Plattform für die ortsspezifische Proteinimmobilisierung bietet. Das Maltose-bindende Protein (MBP) wurde dann mit einer bestimmten Orientierung an die Oberfläche der Goldelektrode gebunden, da die Redox-Reportergruppe des Rutheniums (Ru(II)) in einem bestimmten Bereich über der Elektrode fixiert ist. Wenn der Ligand Maltose an das aktive Zentrum bindet, entfernt sich der Ru(II)-Reporter von der Elektrode, indem er eine gelenkbeugende Bewegung von MBP (Abbildung 1).

Abbildung 1. Aufbau und Betrieb des elektrochemischen Biosensors

Diese durch die Maltosebindung induzierte Abstandsänderung verursacht eine konzentrationsabhängige Abnahme der elektrochemischen Signale und bietet somit eine Möglichkeit für die elektronische Erfassung von Maltose. Die Verwendung dieses stark verallgemeinerten Sensoransatzes zum Nachweis verschiedener Analyten mit einer Familie von Proteinen oder Enzymen, die durch Ligandenbindung induzierte Konformationsänderungen erfahren, wurde ebenfalls gezeigt.

Enzymbasierte Biosensoren

Die ersten jemals dokumentierten Biosensoren waren auf Glucoseoxidase (GOD) basierende Biosensoren, die 1962 von Clark und Lyons eingeführt wurden. Hyperglykämie, eine chronisch erhöhte Blutzuckerkonzentration, ist bei Diabetes mellitus häufig. Daher ist eine regelmäßige Kontrolle des Blutzuckerspiegels für Diabetiker unerlässlich. Der Vorteil der Elektrochemie in Verbindung mit der Enzymkatalyse liegt in diesem Biosensor und seinen neueren Versionen. Eine mit GOD immobilisierte Elektrode war Clarks Biosensor. Die oxidierte Form von GOD interagiert mit Glucose in Gegenwart von Glucose und produziert Gluconsäure und reduziertes GOD, wobei zwei Elektronen und zwei Protonen beteiligt sind. Da gelöster Sauerstoff mit reduziertem GOD reagiert, verbraucht diese Glucoseoxidation auch Sauerstoff in der Lösung, wodurch Wasserstoffperoxid und oxidiertes GOD erzeugt und der Sauerstoffdruck gesenkt wird. Infolge, durch elektrochemisches Erfassen von Sauerstoff mit einer Clark-Sauerstoffelektrode kann die Elektrode die Glukose nachweisen. Diese Art von Sensor gilt als Biosensor der „ersten Generation“. Die Yellow Springs Instrument Company (Ohio, USA) hat diesen Biosensor der ersten Generation in den 1970er Jahren auf den Markt gebracht.

Der Biosensor der zweiten Generation ersetzt das natürlich vorhandene Substrat Sauerstoff durch kleine künstliche Redoxmoleküle, die als Redoxmediatoren fungieren und Elektronen zwischen Elektroden und Enzymen austauschen. Zur Verbesserung der Sensoreffizienz, d. h. Empfindlichkeit und Signal-Rausch-Verhältnis, wurden verschiedene lösliche Redoxmoleküle wie Ferrocen, Thionin, Methylenblau, Methylviologen verwendet. Diese Mediatoren wurden zunächst in einer Lösung gelöst. Sie erhalten Elektronen von den Elektroden und diese Elektronen werden dann oder umgekehrt zum Redoxzentrum der Enzyme transportiert. Als ein Schritt nach vorn wurden immobilisierte Mediatoren vorgeschlagen, um reagenzfreie Biosensoren zu verbessern. Für Wasserstoffperoxid dokumentierten beispielsweise Ruan et al. 1998 einen reagenzfreien Festkörpersensor. Goldelektroden wurden zuerst mit L-Cystein modifiziert, und dann wurden mehrere Schichten von Meerrettichperoxidase (HRP) durch Glutaraldehyd mit der Amingruppe von Cystein verbunden, und Thionin wurde weiter über dieselbe chemische Verbindung mit dem Enzym verbunden. Als Ergebnis wurde die Goldelektrode sowohl durch das Enzym als auch durch den Mediator immobilisiert, die ohne weitere Reagenszugabe Wasserstoffperoxid sensitiv in der Testlösung nachweisen konnten. Ein wesentlicher Vorteil dieser Konfiguration des Biosensors besteht darin, dass der Mediator auf der Elektrodenoberfläche fixiert ist, wodurch das Diffusionsproblem vermieden wird. die ohne weitere Reagenzzugabe Wasserstoffperoxid in der Testlösung empfindlich nachweisen konnten. Ein wesentlicher Vorteil dieser Konfiguration des Biosensors besteht darin, dass der Mediator auf der Elektrodenoberfläche fixiert ist, wodurch das Diffusionsproblem vermieden wird. die ohne weitere Reagenzzugabe Wasserstoffperoxid in der Testlösung empfindlich nachweisen konnten. Ein wesentlicher Vorteil dieser Konfiguration des Biosensors besteht darin, dass der Mediator auf der Elektrodenoberfläche fixiert ist, wodurch das Diffusionsproblem vermieden wird.

Eine alternative Lösung, die die Verwendung von Redoxpolymeren beinhaltet, wurde von Heller und Mitarbeitern angegeben. Zuerst stellten sie ein dotiertes Polymer mit Os2+-Komplex her. Diese Art von Polymer fungiert als „molekularer Draht“ und tauscht Elektronen zwischen dem Enzym und der Elektrode aus. Das Os-Polymer und die Glucoseoxidase werden dann gemeinsam auf der Kohlenstoffelektrode immobilisiert, was eine empfindliche Reaktion auf die Anwesenheit von Glucose erzeugt. Mit diesen Redox-Polymeren konnten sie fast 100 % immobilisierte Enzymmoleküle elektroaktiv machen, was zu einer sehr hochempfindlichen Methode des Glukosenachweises beitrug.

Die Kommerzialisierung des enzymbasierten Biosensors der zweiten Generation war recht erfolgreich. 1987 wurde MediSense gegründet und die Glukosesensoren von ExactechTM im Pen-Format veröffentlicht. Dieser Erfolg hat zu einer Revolution im Gesundheitswesen für Diabetiker geführt. Anstatt ins Krankenhaus zu reisen, konnten sie ihre Blutzuckerkonzentration zu Hause kontrollieren. Die MediSense und später amperometrische Biosensorsysteme bestehen aus GOD-beschichteten, siebgedruckten Kohleelektroden und Mediatoren (Teststreifen). Der Sensor beginnt zu funktionieren, wenn ein Blutstropfen auf den Teststreifen aufgetragen wird und zeichnet die amperometrische Reaktion auf, die in eine auf dem LCD angezeigte Ziffer umgewandelt wird, die die Glukosekonzentration anzeigt.

Vor kurzem veröffentlichten Xiao et al. (2003) durch die Entwicklung eines rekonstruierten GOD-Enzyms eine neue Generation von Glukose-Biosensoren. Sie stellten zunächst Apo-GOD frei vom Cofaktor Flavin-Adenin-Dinukleotid (FAD) her, funktionalisierten und rekonstruierten dann ein 1,4-nm-Gold-Nanopartikel mit FAD in das Apo-GOD. Unter Verwendung einer Dithiol-Monoschicht wurde ein solches rekonstruiertes Enzym mit Goldelektroden ausgerichtet (Figur 2). Sie zeigten, dass der Elektronentransferumsatz dieses künstlichen Enzyms mit 5000 s-1 ungefähr 8-mal höher ist als der des normalen Enzyms (700 s-1). Das Gold-Nanopartikel in diesem System dient als Elektronenrelais für die elektrische Verdrahtung des Redoxzentrums des Enzyms. In diesem Bereich stellt der von Xiao et al. etablierte Glucose-Biosensor einen neuen Weg dar, frei von Mediatoren und hochempfindlich. In jüngerer Zeit dokumentierte Willners Gruppe durch die Verwendung von einwandigen Kohlenstoffnanoröhren (SWNTs) anstelle von Goldnanopartikeln eine modifizierte Version dieses Sensors und erzielte eine ähnlich überlegene Effizienz. Obwohl es noch keine Kommerzialisierung dieser Technologie gibt, wird erwartet, dass die modernen Biosensoren weiter verbessert werden.

Abbildung 2 Aufbau und Betrieb eines enzymbasierten Biosensors

Immunologischer Biosensor

Um umweltrelevante oder klinisch wichtige Ziele zu identifizieren, sind immunologische Biosensoren auf ein hochspezifisches immunologisches System angewiesen, dh Antikörper und Antigene. In Wirklichkeit sind immunologische Biosensoren eine moderne Variante des Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA) mit geringeren Kosten, höherer Geschwindigkeit und einfacherem Service sowie vergleichbarer oder sogar höherer Empfindlichkeit.

Zu den gebräuchlichsten gehören elektrochemische immunologische Biosensoren. Es stehen zwei Typen immunologischer Biosensoren zur Verfügung. Zuerst wird die Elektrode mit einem Fänger-Antikörper immobilisiert, der ein bestimmtes Zielantigen fängt. Über einen mit Redoxmolekülen oder Enzymen markierten Sekundärantikörper wird die Signalübertragung erreicht. Zweitens wird ein Elektrodenantigen immobilisiert, das spezifische Antikörper nachweist.

Ju und Mitarbeiter entwickelten einen amperometrischen immunologischen Biosensor für das karzinoembryonale Antigen (CEA). Thionin- und HRP-markierte CEA-Antikörper wurden auf einer mit Glutaraldehyd vernetzten Glaskohlenstoffelektrode co-immobilisiert. In der Lösung, die an die Elektrodenreaktion von Thionin gekoppelt war, reduzierte HRP katalytisch Wasserstoffperoxid, was zu einem katalysierten Signal führte. Das Redoxzentrum von HRP wurde durch das Einfangen von CEA teilweise blockiert, was zu einer Dämpfung amperometrischer Signale führte.

Rusling und Kollegen haben kürzlich SWNTs genutzt, um die Leistung immunologischer Biosensoren zu verbessern (Figur 3).

Abbildung 3. Aufbau und Betrieb eines immunologischen Biosensors

Mithilfe der metallvermittelten Selbstorganisation entwarfen sie vertikal ausgerichtete Anordnungen von SWNTs (SWNT-Wald) auf pyrolytischen Graphitelektroden. Anti-HSA wurde dann unter Verwendung von EDC/NHS kovalent an die carboxylierten Enden des SWNT-Walds gebunden. Die Elektrode wurde weiter mit einem sekundären HRP-markierten Anti-HSA-Antikörper inkubiert, nachdem das HSA-Target gefangen wurde. Das HSA-Target in der Testlösung kann anhand des katalytischen Signals von HRP für Wasserstoffperoxid identifiziert werden. Die Nachweisempfindlichkeit, die bei etwa 1 nM lag, wurde durch die Verwendung von SWNT-Wäldern dramatisch verbessert. Dies lag wahrscheinlich an der verbesserten Reaktivität des Elektronentransfers von HRP, das in SWNT-Wäldern eingekapselt ist.

Eines der relevantesten klinischen Werkzeuge sind die immunologischen Assays. Bestehende Assay-Verfahren, wie ELISA, erfordern jedoch große und kostspielige Instrumente sowie gut ausgebildete Spezialisten. Für die Entwicklung billiger, miniaturisierter und kompakter Geräte sind elektrochemische Verfahren gut geeignet. Als Ergebnis ist die Entwicklung elektrochemischer immunologischer Biosensoren für die Feld- und Point-of-Care-Analyse höchst wünschenswert. Es ist wichtig zu erwähnen, dass die Verwendung von Einweg-Siebdruckelektroden für dieses Ziel entscheidend sein könnte, vergleichbar mit Glukose-Biosensoren. Um High-Throughput (HTS) Assays durchführen zu können, ist es auch wichtig, Antikörper-Microarrays auf Basis der Elektrochemie zu etablieren.

DNA-Biosensoren

Es besteht ein enormes wissenschaftliches und technologisches Interesse an der Identifizierung von DNA-Hybridisierungsereignissen. Das stark wachsende Interesse an chipbasierter klinischer Diagnostik hat diese Bedeutung besonders deutlich gemacht. Daher wurde im Laufe der Jahre eine Vielzahl von Techniken entwickelt, einschließlich optischer, akustischer und elektronischer Ansätze. In den letzten Jahrzehnten hat die Fluoreszenzdetektion die modernen Genosensoren unter ihnen dominiert. Elektrochemische Verfahren, die sich bei einfachen chemischen Spezies, insbesondere Metallionen, als effektiv erwiesen haben, haben jedoch ein zunehmend wachsendes Interesse an Anwendungen zum Nachweis biologisch verwandter Spezies auf sich gezogen.

Die Vorteile der elektronischen Detektion umfassen: 1) Die elektrochemische Detektion ist typischerweise kostengünstig und ermöglicht somit ein hochempfindliches und schnelles Screening; 2) mehrere elektroaktive Markierungen, z. B. Metallocene, sind stabil und umweltunempfindlich, im Gegensatz zu Fluorophoren, die oft Probleme mit dem „Photobleichen“ haben; 3) geeignetes molekulares Design und Synthese, die eine Vielzahl von Derivaten mit jeweils einem spezifischen Redoxpotential erzeugen, haben es ermöglicht, „mehrfarbig“ zu kennzeichnen; 4) Die schnell etablierte Siliziumindustrie haben den Weg für die Massenproduktion integrierter Schaltkreise geebnet, wodurch die elektronische Detektion besonders geeignet und mit Mikroarray-basierten Technologien kompatibel ist.

Ein Jahr später entwickelte Thorp eine Technologie, die auf der relativ hohen Oxidationsaktivität von Guanin und seiner Kooperation durch exogene Redoxkatalysatoren basiert. Die Unterscheidung von ds/ss wird dadurch erreicht, dass Guanin aufgrund des sterischen Effekts in Duplexen eine relativ geringe Elektronentransferreaktivität aufweist. Beim Nachweis von PCR-Produkten ist dieses Verfahren hochempfindlich, jedoch relativ schlecht in der Unterscheidung von Hybridisierungsereignissen. Zudem ist dieses Verfahren bisher nur auf ITO-Oberflächen möglich, da das hohe Oxidationspotential den Einsatz von Gold noch ausschließt. wegen der sterischen Wirkung. Beim Nachweis von PCR-Produkten ist dieses Verfahren hochempfindlich, jedoch relativ schlecht in der Unterscheidung von Hybridisierungsereignissen. Zudem ist dieses Verfahren bisher nur auf ITO-Oberflächen möglich, da das hohe Oxidationspotential den Einsatz von Gold noch ausschließt. wegen der sterischen Wirkung. Beim Nachweis von PCR-Produkten ist dieses Verfahren hochempfindlich, jedoch relativ schlecht in der Unterscheidung von Hybridisierungsereignissen. Zudem ist dieses Verfahren bisher nur auf ITO-Oberflächen möglich, da das hohe Oxidationspotential den Einsatz von Gold noch ausschließt.

Trotz Fortschritten ist die Entwicklung eines All-in-One-Sensors (dh ohne Reagentien), der spezifisch das Einfangen von Zielen signalisiert, immer noch sehr wichtig (dh die Vermeidung einer weiteren Behandlung mit entweder Signalmolekülen oder Hybridisierungsindikatoren). Ein brauchbares Mittel hierfür bieten DNA- oder RNA-Aptamere. Aptamere sind gut strukturierte DNA oder RNA, die eine hohe Affinität und Selektivität für bestimmte Targets sowie natürliche Enzyme zeigen und somit eine überlegene Robustheit gegenüber fragilen Enzymen aufweisen. Sie sind ein vielversprechendes Instrument für Therapie und Diagnose. Bis dahin war die gut entwickelte In-vitro-Selektion für praktisch jedes beliebige Ziel in der Lage, Aptamere zu produzieren. Angesichts dieser Vorteile werden Oligonukleotid-Aptamere als die biosensorischen Komponenten der nächsten Generation vorhergesagt.(Abbildung 4).

Abbildung 4. Aufbau und Betrieb des DNA-Biosensors

Haarnadel-ähnliche DNA war ein unglaublich faszinierendes Aptamer, das die Grundlage für die homogene Hybridisierungserkennung von fluoreszierenden „Molecular Beacons“ bildet. Die DNA-Sequenz wurde so konzipiert, dass sich dieses „Beacon“ in Abwesenheit von Zielen im nahen Zustand befindet, während es „angeschaltet“ wird, wenn es sein bestimmtes Genziel erreicht. Das Vorhandensein des Designs der Stammschleife in der Struktur bietet einen Ein/Aus-Schalter sowie eine Stringenz, um gegen einzelne DNA-Hybridisierungsfehlpaarungen zu differenzieren. Ein thiolierter Terminus verleiht der Goldoberfläche dieser elektronischen DNA-Haarnadel ein klebriges Ende, während ein Ferrocen-Tag am anderen Ende elektronische Signale umwandelt. Die anfängliche Haarnadel lokalisiert das Ferrocen proximal zur Elektrodenoberfläche und ermöglicht so einen Elektronentransfer an der Grenzfläche. Nach der Hybridisierung die Bildung der linearen Duplexstruktur unterbricht die Haarnadel und zwingt das Ferrocen und die Elektrode auseinander. Diese signifikante Abstandsänderung (bis zu einigen nm) blockiert effektiv den Grenzflächenelektronentransfer und führt zur Verminderung entsprechender elektrochemischer Stromsignale. Diese Strategie bietet die Möglichkeit, 10 pM DNA-Ziele zu identifizieren. Noch wichtiger ist, dass ein solches Design den Vorteil nutzt, den einfangenden Teil (Sondensequenz) und den signalgebenden Teil (elektroaktive Spezies) innerhalb einer einzigen oberflächenbegrenzten Haarnadelstruktur zu integrieren. Im Gegensatz zu den meisten bisher vorgeschlagenen Festkörper-DNA-Sensoren ist dieses Design daher effektiv reagensfrei, dh außer DNA-Targets wird während des Erkennungsprozesses kein exogenes Reagens benötigt.

Ein Medium für den Fernelektronentransfer (ET) über seine Basenstapelung wurde als DNA-Doppelhelix vorgeschlagen. Obwohl dieses Thema seit langem diskutiert wird, haben Barton und Kollegen elektrochemisch bewiesen, dass gut orientierte Goldelektroden-DNA-Filme einen weitreichenden Elektronentransfer ermöglichen und dass ein solcher ET sehr empfindlich gegenüber Basenstapelungsstörungen wie Fehlpaarungen ist. Sie fanden heraus, dass elektroaktive Interkalatoren wie Methylenblau (MB) durch eine vollständig angepasste DNA-Duplex-modifizierte Elektrode effektiv reduziert werden können. Die Existenz nur einer einzigen Fehlanpassung wandelt jedoch das drahtähnliche ET-Medium in einen Isolator um, wodurch der ET zwischen MB und Elektrode vollständig unterbrochen wird. Über zyklische voltammetrische oder coulometrische Assays, die die Grundlage eines schnellen DNA-Mutations-Screening-Sensors bilden, kann ein solcher Unterschied leicht ausgelesen werden. Barton und Kollegen zeigten auch, dass die Elektrokatalyse die Sensitivität dieser Strategie verbessern könnte. In Lösung zieht die Zugabe von Ferricyanid ständig Elektronen aus elektrochemisch reduziertem MB und verstärkt den Elektronenfluss durch die Doppelhelix der DNA. Dies hilft beim Nachweis von ~108 DNA-Molekülen mit einer 30-μm-Elektrode. Sie haben auch DNA-basierte Sensoren entwickelt, um DNA-bindende Proteine parallel zur DNA-Detektion zu detektieren. Es wird angenommen, dass einige DNA-bindende Proteine oder Enzyme mit der Basenpaar-Stapelung der DNA interagieren und die Doppelhelix der DNA von effektiven ET-Drähten in Isolatoren verwandeln. Sie etablierten einen sensitiven Weg, um eine Vielzahl von DNA-bindenden Proteinen auf der Grundlage einer vergleichbaren Sensing-Strategie elektrisch zu testen. Entscheidend ist, dass diese Sensoren erfolgreich Proteine unterscheiden, die an DNA binden, aber sie stören das Stapeln der Basen nicht. Dies bestätigt sicherlich, dass die Signalgrenze bei der Proteinbindung auf die Änderung des ET-Mediums zurückzuführen ist, die für die Basenstapelung relevant ist.

Das Zukunft klinischer Biosensoren

Trotz der raschen Fortschritte bei der Entwicklung von Biosensoren sind klinische Anwendungen von Biosensoren mit Ausnahme des Glukosemonitors noch selten. Dies steht in direktem Gegensatz zu dem kritischen Bedarf an Point-of-Care-Tests in kleinen Kliniken. Wir gehen davon aus, dass die folgenden Spezifikationen relevant sind. Erstens hohe Sensitivität: Die Verbesserung der Sensitivität ist eine immerwährende Priorität bei der Entwicklung von Biosensoren. Es ist klar, dass das Sensitivitätskriterium von Fall zu Fall reicht. Da beispielsweise die Glukosespiegel im Blut hoch sind, benötigt man keine sehr hohe Empfindlichkeit für den Glukosenachweis. Dies ist im Wesentlichen einer der Gründe, warum Glukosemonitore erfolgreich waren. Um jedoch den Anforderungen der Molekulardiagnostik und des Erregernachweises gerecht zu werden, ist es sehr wichtig, hochempfindliche Biosensoren mit optimaler Einzelmoleküldetektion zu etablieren. Zweitens, hohe Selektivität: Bei der Anwendung von Biosensoren kann dies ein erhebliches Hindernis sein. Die meisten der in der Literatur genannten Biosensoren funktionieren im Labor sehr gut, in realen Prüfmustern können jedoch Serienprobleme angegangen werden. Um eine unspezifische Oberflächenadsorption zu verhindern, ist es daher wichtig, neue Ansätze zur Oberflächenmodifizierung zu etablieren. Drittens ist Multiplexing entscheidend, um Assayzeit zu sparen, was besonders wichtig für Labor- oder Klinikassays ist. Daher ist es wichtig, Arrays von Elektroden mit hoher Dichte sowie elektrochemische Instrumente einzurichten, die eine große Anzahl von Assays gleichzeitig durchführen können. Viertens, um die Portabilität zu erhöhen, es ist unabdingbar, miniaturisierte Biosensoren zu entwickeln, die den Anforderungen von Feld- und Point-of-Care-Tests gerecht werden. Fünftens ist es angemessen, einen idealen Biosensor zu integrieren und hochgradig zu automatisieren. Eine Lösung für dieses Ziel bieten aktuelle Lab-on-a-Chip-Technologien (Mikrofluidik). Wir können davon ausgehen, dass all diese Funktionen in Zukunft in erfolgreiche Biosensoren integriert werden und winzige Ziele innerhalb kurzer Zeit leicht erkennen können.

Blaupausen für Biochips: Design & Betrieb

Der Begriff „Biochip“ hat mehrere Bedeutungen. Jedes Gerät oder jede Komponente, die biologisches Material einführt, entweder aus biologischen Spezies extrahiert oder in einem Labor auf einem festen Substrat synthetisiert, kann als Biochip im allgemeinsten Sinne angesehen werden. In der Praxis geht es bei Biochips jedoch häufig sowohl um Miniaturisierungen, meist im Microarray-Format, als auch um die Möglichkeit einer kostengünstigen Massenproduktion. Die elektronische Nase oder der künstliche Nasenchip, die elektronische Zunge, der Polymerase-Kettenreaktionschip, der DNA-Microarray-Chip (Genchip), der Proteinchip und das biochemische Lab-on-a-Chip sind einige Beispiele, die diese Qualifikationen erfüllen. Beim Genchip und beim Proteinchip wurde die dynamischste Biochip-Forschung betrieben.

Besondere Aufmerksamkeit wurde Biochips gewidmet, die konventionelle Biotechnologie mit Halbleiterverarbeitung, mikroelektromechanischen Systemen (MEMS), Optoelektronik und digitaler Signal- und Bilderfassung und -verarbeitung integrieren.

Es wird allgemein angenommen, dass Tausende von Genen und ihren Derivaten (dh RNA und Proteine) in einem bestimmten lebenden Organismus auf komplizierte und koordinierte Weise agieren, die das Mysterium des Lebens schaffen. Herkömmliche Methoden in der Molekularbiologie arbeiten jedoch typischerweise auf der Basis „ein Gen in einem Experiment“, was davon ausgeht, dass der Durchsatz sehr begrenzt ist und es schwierig ist, das „ganze Bild“ der Genfunktion zu erhalten. Eine neue Technologie namens DNA-Microarray hat in den letzten Jahrzehnten unter Biologen große Aufmerksamkeit erregt. Ziel dieser Technologie ist es, das gesamte Genom auf einem einzigen Chip zu vermessen, damit sich Forscher inzwischen ein besseres Bild von den Wechselwirkungen zwischen Tausenden von Genen machen können.

Ein Gen- oder DNA-Chip entspricht einem zweidimensionalen Array kleiner Reaktionszellen (je 100 x 100 µm), die mit Hochgeschwindigkeitsrobotik auf einem festen Substrat hergestellt wurden. Ein Siliziumwafer, eine dünne Glasscheibe, Kunststoff oder eine Nylonmembran könnten das feste Substrat sein. In jeder Reaktionszelle sind Billionen polymerer Moleküle aus einer bestimmten Sequenz einzelsträngiger DNA-Fragmente immobilisiert (Abbildung 5).

Abbildung 5. Schematische Darstellung eines Genchips

DNA-Fragmente können entweder kurze (etwa 20 bis 25) Basensequenzen (A, T, G und C) oder längere komplementäre DNA-Stränge (cDNA) sein. In jeder Zelle wird die einzigartige Basensequenz (zB CTATGC…) in Abhängigkeit von der erwarteten Verwendung vorausgewählt oder konfiguriert. Die Sonden werden auch als erkannte Sequenzen von einzelsträngigen DNA-Fragmenten bezeichnet, die auf dem Substrat immobilisiert sind. Doppelsträngige DNA-Fragmente entstehen, wenn unbekannte Fragmente von einzelsträngigen DNA-Proben, das sogenannte Target, mit den Sonden auf dem Chip reagieren (oder hybridisieren), wobei Target und Sonde gemäß der Basenpaarungsregel (A paired mit T und G gepaart mit C). Die Zielproben werden oft mit Markierungen, wie beispielsweise Fluoreszenzmitteln, Farbstoffen oder Radioisotopenmolekülen, markiert, um die Diagnose oder Analyse des hybridisierten Chips zu erleichtern. Jedes ist mit seinem eigenen unterscheidbaren Tag gekennzeichnet, wenn die Ziele mehr als einen Probentyp enthalten. Diese Art von DNA-Mikroarray-Chip bietet eine Plattform, auf der, basierend auf der Größe des Arrays, das unbekannte Ziel oder die unbekannten Ziele theoretisch mit sehr hoher Geschwindigkeit und hohem Durchsatz definiert werden können, indem die an der Forschung und Entwicklung der Biochip-Technologie beteiligten Komponenten mit zehn von Tausenden verschiedener Sondentypen durch parallele Hybridisierung, und die verwandten technischen Disziplinen sind in Abbildung 6 angegeben. Biochip-Technologie ist grundsätzlich interdisziplinär. Es ist wichtig, dass Wissenschaftler und Ingenieure verschiedener Disziplinen synergetisch zusammenarbeiten, um diese neuartige Technologie vom Laborinteresse zu praktischen Geräten und Systemen zu entwickeln. Diese Art von DNA-Mikroarray-Chip bietet eine Plattform, auf der, basierend auf der Größe des Arrays, das unbekannte Ziel oder die unbekannten Ziele theoretisch mit sehr hoher Geschwindigkeit und hohem Durchsatz definiert werden können, indem die an der Forschung und Entwicklung der Biochip-Technologie beteiligten Komponenten mit zehn von Tausenden verschiedener Sondentypen durch parallele Hybridisierung angegeben werden. (Die verwandten technischen Disziplinen sind in Abbildung 6 angegeben.)

Abbildung 6. Die Komponenten und die dazugehörigen technischen Disziplinen, die an der F&E der Biochip-Technologie beteiligt sind

DNA Mikroarray

Hinsichtlich der Eigenschaft der arrayed DNA-Sequenz bekannter Identität gibt es zwei Varianten der DNA-Microarray-Technologie:

Tippe I: Sonden-cDNA (500~5.000 Basen lang) wird mittels Roboter-Spotting auf einer festen Oberfläche wie Glas immobilisiert und entweder separat oder in einer Mischung einem Satz von Targets ausgesetzt. Diese Strategie, die „traditionell“ als DNA-Mikroarray bezeichnet wird, ist weitgehend bekannt dafür, dass sie an der Stanford University entwickelt wurde.

Typ II: In situ (auf dem Chip) oder durch konventionelle Synthese, begleitet von einer Immobilisierung auf dem Chip, wird ein Array von Oligonukleotid (20~80-mer Oligos) oder Peptidnukleinsäure (PNA) Sonden synthetisiert. Der Array wird hybridisierter, markierter Proben-DNA ausgesetzt und bestimmt die Identität/Häufigkeit von komplementären Sequenzen. Diese Methode, „historisch“ DNA-Chips genannt, wurde bei Affymetrix INC. etabliert, die ihre photolithographisch hergestellten Produkte unter der Marke Genechip vertreibt. Chips auf Oligonukleotidbasis werden von mehreren Unternehmen unter Verwendung alternativer In-situ-Synthese- oder Abscheidungstechnologien entwickelt.

Abhängig von der Art des immobilisierten Moleküls wird der Biochip hauptsächlich in zwei Formaten hergestellt. CDNA-Arrays werden auch als Biochips bezeichnet, die PCR-Produkte von 200 Basenpaaren bis 2 KB Größe enthalten, die entlang der Länge des Moleküls durch kovalentes Vernetzen mit der Oberfläche des Arrays immobilisiert sind. Alternativ können Oligonukleotidsonden entweder in situ auf dem Array synthetisiert werden, oder kovalente Bindungen an die Termini können durch vorsynthetisierte Oligos fixiert werden. Die Genchip-Entwicklung umfasst mehrere verschiedene Teile, wie Herstellung, Probenvorbereitung und Hybridisierung der Zielsequenz, Nachweis der Hybridisierungsergebnisse, Design der Oligonukleotidsonde und Hybridisierungsbildanalyse sowie verschiedene Anwendungen, wie in Abbildung 7.

Abbildung 7. Mehrere wichtige Aspekte im Zusammenhang mit der Genechip-Technologie

Zunächst werden gemäß einem bestimmten Ziel viele relevante Gensequenzen aus der DNA-Datenbank ausgewählt (einzelner Nukleinpolymorphismus für ein spezifisches Gen, differentielle Expression für eine gegebene Gruppe von Genen oder Mutationsidentifikation). Durch Bestimmung der Sequenz und Länge jeder Sonde und ihrer genauen Position auf dem Chip wird eine Reihe einzigartiger Oligonukleotidsonden basierend auf den ausgewählten Sequenzen entworfen. Mit dem Spotting-Verfahren oder der On-Chip-Synthese kann die Synthese des DNA-Mikroarrays durchgeführt werden. Die Zielgene sind normalerweise notwendig, damit die Fluoreszenz amplifiziert und markiert werden kann. In den meisten Fällen ist die Auswahl geeigneter PCR-Primes sowie die Optimierung der Amplifikations- und Hybridisierungsbedingungen erforderlich. Für die Hybridisierungsergebnisse auf einem Genchip gibt es mehrere verschiedene Nachweisstrategien. Ein traditioneller Ansatz ist die Fluoreszenzdetektion. Für die Behandlung einer so großen Menge eines Genchips ist eine Datenanalyse auf der Grundlage der Fluoreszenzbilder und der Datenbankkonfiguration erforderlich. Die Verwendung von den Genen entsprechenden PCR-Produkten als Sondenmoleküle ist eine gängige Plattform zur Herstellung von Microarrays. Biologische Quellen von cDNA-Bibliotheken bieten eine effektive Matrize für die PCR-Amplifikation der Sonden. Diese Plattform wird daher als cDNA-Arrays bezeichnet. Biologische Quellen von cDNA-Bibliotheken bieten eine effektive Matrize für die PCR-Amplifikation der Sonden. Diese Plattform wird daher als cDNA-Arrays bezeichnet. Biologische Quellen von cDNA-Bibliotheken bieten eine effektive Matrize für die PCR-Amplifikation der Sonden. Diese Plattform wird daher als cDNA-Arrays bezeichnet.

Die Verwendung von Oligonukleotidsonden anstelle von PCR-Produkten hat mehrere Vorteile. Erstens sind sie typischerweise von ähnlicher Länge und können so erzeugt werden, dass sie ähnliche Hybridisierungseigenschaften aufweisen. Zweitens können sie konfiguriert sein, um gegen die spezifische Genregion zu hybridisieren; das PCR-Produkt ermöglicht auch eine Kreuzhybridisierung zwischen homologen Genen, die Mitglieder der Genexpressionsprofile derselben Genfamilie stören. Darüber hinaus entfällt durch Oligonukleotid-Arrays die Notwendigkeit einer mühsamen PCR-Amplifikation der Sondenmoleküle und verringert das Fehlerrisiko durch Klonhandhabung und Kontamination während des Transfers.

Mikrofluidischer Chip

In den letzten Jahrzehnten hat sich die Mikrofluidik-Technologie rasant entwickelt und bietet vielfältige Anwendungen in den Lebenswissenschaften. Dank der deutlichen Vorteile der Systemminiaturisierung entstand die Mikrofluidik-Revolution, einschließlich hoher analytischer Effizienz, erhöhter Empfindlichkeit, verbesserter analytischer Leistung, schneller Multiplexing-Parallelisierung, der Fähigkeit, reduzierte Reagenzienvolumina zu verwalten und zu verarbeiten und drastisch reduzierter Gerätebedarf.

Mikrofluidik könnte als Miniaturisierungstechnologie gleichzeitig analytische Effizienz und hohe Durchsatzfähigkeit bieten, ohne dass es an Genauigkeit und Automatisierung mangelt. Die Mikrofluidik-Technologie ist nicht nur ein leistungsstarkes Werkzeug für das schnelle Screening und die Untersuchung der Arzneimittelentwicklung während des Arzneimittelapplikationsprozesses, sondern auch für ihre miniaturisierten Geräte zur Senkung der Kosten und des Reagenzienverbrauchs.

Bei der Entwicklung von Komponenten und Systemen zum Wirkstoffscreening auf Basis der Mikrofluidik wurden in den letzten Jahren erhebliche Fortschritte erzielt. Beim Wirkstoffscreening werden verschiedene Arten von Mikrofluidikchips verwendet, um die Screeningeffizienz zu verbessern und die Kosten zu senken. In den folgenden Abschnitten werden mehrere gängige Arten von Chiptechnologie beschrieben.

Abbildung 8. Anwendung eines Mikrofluidik-Chips beim Wirkstoff-Screening.

Tröpfchen-Mikrofluidik– Um Experimente im kontinuierlichen oder segmentierten Fluss durchzuführen, verwendet die Tröpfchen-Mikrofluidik-Technologie flüssige Tröpfchen, die durch eine nicht mischbare Flüssigkeit als Nanoliter-zu-Pikoliter-Reaktionsgefäße unterteilt sind. Solche Methoden zeigen signifikante Vorteile, wie z. B. reduzierten Probenverbrauch, verbesserte Reaktionsgeschwindigkeit und erhöhte Effizienz und Reproduzierbarkeit, wobei unglaublich kleine Volumina mit robuster Zusammensetzungskontrolle verarbeitet werden.

Basierend auf der Tröpfchen-Array-Technik mit sequenziellem Prozess können mikrofluidische Tröpfchenverfahren für das Screening von Wirkstoffkombinationen verwendet werden (Abbildung 8A), um verschiedene Dosierungskombinationen und Verabreichungsdauern zu screenen und das optimale Dosierungsschema mit minimaler Einnahme zu verfeinern, das für kombinierte Krankheitssituationen wichtig ist.

Organ-on-Chip– Die detaillierte Regulierung der mikroskaligen Struktur und des Flusses ermöglicht die präzise Modellierung der mikroskaligen Strukturen von Organgewebe. Organs-on-Chips sind biomimetische Systeme, die mikrotechnisch hergestellt werden und wesentliche Funktionseinheiten lebender menschlicher Organe darstellen. Die Funktionen mehrerer Organe und Gewebe wie Leber, Niere, Lunge und Darm wurden bisher als in vitro-Modelle nachgebildet. Diese Systeme könnten als In-vitro-Modelle verwendet werden, die es ermöglichen, komplexe biologische Prozesse zu simulieren und pharmakologisch zu modulieren.

Der Organchip simuliert die grundlegenden Prozesse des menschlichen Körpers, indem er aus einer Reihe von Zellen einen biomimetischen Chip mit ähnlichen physiologischen Funktionen auf der einzigartigen Struktur des Chips erzeugt, der mit der tatsächlichen äußeren Umgebung der Krankheit vergleichbar ist als das typische Einzelzellkulturmodell.

Um die komplexe Mikroarchitektur von Krebsgewebe zu replizieren, wurde ein Mikrosystem entwickelt, das die Kokultur von Brusttumor-Sphäroiden mit benachbarten Zellen in einem kompartimentierten 3D-Mikrofluidiksystem ermöglicht, um die Plattform für das Screening von Anti-Brustkrebs-Medikamenten zu schaffen (Abbildung 8B). Für die Untersuchung der Migration von Krebszellen und des Screenings von Krebsmedikamenten könnte die Kokultur mehrerer Gewebe mit einem mikrofluidischen System verwendet werden.

Andere mikrofluidische Chips für das Wirkstoffscreening– Neben den oben genannten bestehenden Methoden gibt es mehrere andere Technologien, die auf Mikrofluidik-Chips für das Wirkstoff-Screening angewendet werden und die Ideen der Forscher erweitern. Der bedeutendste und integriertste Aspekt der Arzneimittelentwicklung in den meisten pharmazeutischen und mehreren biotechnologischen Industrien weltweit ist ein herausragendes HTDS-System.

Mit der Verwendung von Open-Access-Mikrofluidik-Gewebe-Array-Systemen und Zell-Mikroarray-Chips können verschiedene Konzentrationen und Kombinationen von Medikamenten gescreent werden. Durch das unterschiedliche Design des Chips können verschiedene Konfigurationen und Anordnungen von kleinen Kulturkammern erzeugt werden. Konzentrationsgradientengeneratoren können einen effektiven Gradienten für die Flüssigkeitskonzentrationen bereitstellen, und diese Geräte wurden von mehreren Forschungsgruppen implementiert und mit Mikrofluidiktechnologien kombiniert, um HTDS-Systeme zu optimieren. Die diffusiven mikrofluidischen Mischer in Abbildung 8C könnte auch ein vollautomatisches HTDS erkennen.

Zellarray-Plattformen werden unter Verwendung von Polydimethylsiloxan (PDMS)-Material in bestimmten mikrofluidischen Kanälen für das Wirkstoff-Screening gebaut. Der Aufbau der Chips ist jedoch schwierig und hat einige Nachteile, wie teure Silikonformen und biomolekulare Absorption. Als natürliche extrazelluläre Matrix (ECM) hat Poly(ethylenglycol)diacrylat (PEGDA) Hydrogel identische mechanische Eigenschaften und Wassergehalt. Mikrofluidische Hydrogele aus PEGDA werden häufig zur Zellverkapselung verwendet und sind durchlässig für Verbindungen wie Wasser, Biomoleküle und Chemikalien. Um die kombinatorische Behandlungswirkung zweier Medikamente zu erforschen, wurden mikrofluidische Geräte aus solchen Materialien in Kombination mit 3D-Gehirnzellkulturtechnologien verwendet (Abbildung 8D).

Der Reiz des Mikrofluidik-Chips besteht darin, dass er verschiedene Funktionen erfüllen kann, mehrere entworfene Strukturen aufweisen und kombiniert werden kann, um seinen Anwendungsbereich mit verschiedenen Geräten und Testgeräten zu erweitern. Es sind jedoch erhebliche Konstruktions-, Herstellungs- und Optimierungsarbeiten erforderlich. Jedes Modell hat seine eigenen einzigartigen Eigenschaften. Es wird nicht nur für das Drogenscreening, sondern auch für Drogentests verwendet.

Protein-Mikroarray

In der Erforschung von Proteinen sind Protein-Microarrays nützliche Werkzeuge im unvoreingenommenen Hochdurchsatz, da sie die parallele Charakterisierung von bis zu Tausenden von einzeln gereinigten Proteinen ermöglichen. Die Anpassungsfähigkeit dieser Technologie hat es möglich gemacht, in einer Vielzahl von Anwendungen eingesetzt zu werden, einschließlich der Untersuchung proteomweiter molekularer Wechselwirkungen, der Analyse posttranslationaler Veränderungen, der Entdeckung neuer Wirkstoff-Targets und der Bewertung von Pathogen-Wirt-Interaktionen . Darüber hinaus hat sich die Technologie bereits bei der Profilierung der Spezifität von Antikörpern sowie bei der Identifizierung neuer Biomarker insbesondere für Autoimmunerkrankungen und Krebs als wirksam erwiesen.

Proteine sind komplexe Biomoleküle mit einem großen Spektrum an Strukturen und Funktionen, daher ist ihre Erforschung im Hochdurchsatz eine Herausforderung. Es gibt drei Haupttypen von Protein-Mikroarrays: funktionelle, analytische und Umkehrphasen. Funktionelle Protein-Microarrays werden im Hochdurchsatz aus gereinigten/synthetisierten Proteinen zusammengesetzt, so dass Hunderte oder sogar Tausende verschiedener Proteine parallel auf ihre biochemischen Eigenschaften untersucht werden können. Um komplexe biologische Proben nachzuweisen oder zu messen, verwenden analytische Protein-Mikroarrays auf dem Array immobilisierte Affinitätsreagenzien. Schließlich werden komplexe biologische Proben, die auf dem Array immobilisiert sind, durch Umkehrphasen-Protein-Mikroarrays verwendet, die Affinitätsreagenzien zur Identifizierung verwenden.

Funktionelle Protein-Mikroarrays sind im Vergleich zu anderen Methoden wie der Massenspektrometrie besser in der Lage, schwache Wechselwirkungen zu identifizieren, sind flexibler für Proteine mit geringer Häufigkeit und können Rohproben wie Serum besser analysieren. In Bezug auf die Unterschiede in der Proteomabdeckung, Proteinlängen und Produktionspipelines wurden bisher mehrere verschiedene Arten von funktionellen Protein-Mikroarrays hergestellt.

Entwicklung des funktionellen Protein-Mikroarrays– Der gesamte Satz von Proteinen, der von einem Genom exprimiert werden kann, ist das Proteom. Typischerweise erfordert die Erstellung eines gereinigten Proteom-Mikroarrays den Zusammenbau eines genomweiten Satzes von offenen Leserahmen (ORFs), die in einen Expressionsvektor kloniert sind, eine kodierte Proteinexpression in Zellen, eine individuelle Proteinreinigung mit hohem Durchsatz und eine Proteinimmobilisierung auf einem Mikroarray .

Anwendung von Hefe-Proteom-Mikroarrays– Für die Profilierung von proteomweiten molekularen Wechselwirkungen sind funktionelle Protein-Mikroarrays, insbesondere gereinigte Proteom-Mikroarrays, nützlich und ermöglichen ein detailliertes, unvoreingenommenes Screening. Forscher haben funktionelle Protein-Mikroarrays in der Grundlagenforschung verwendet, um Protein-Protein-Wechselwirkungen, Protein-Lipid-Wechselwirkungen, Protein-DNA-Wechselwirkungen, Protein-Zelle/Lysate, Bindung kleiner Moleküle, Protein-RNA-Wechselwirkungen und PTMs wie Acetylierung, SUMOylierung, Glykosylierung, Ubiquitylierung, Phosphorylierung und Methylierung (Abbildung 9A-9G). In Tabelle I fassen wir repräsentative Studien basierend auf den Forschungsanwendungen in Abbildung 9.

Abbildung 9. Anwendung von funktionellen Protein-Mikroarrays

Anwendungen von Biochips

Die aufkommenden Anwendungen von Biochips sind in Tabelle 1 aufgeführt.


Biochip in Lebensmitteln	Biochip zum Nachweis genetisch veränderter Organismen (GVO) in Lebensmitteln.
Biochip in der Diagnostik	DNA-Biochip, der die Art und Weise revolutioniert, wie Ärzte Bluttests durchführen.
Biochip bei Tuberkulose-Epidemie	Biochip-Technologie soll helfen, die neue Vielfalt arzneimittelresistenter Stämme der Krankheit zu bekämpfen.
Biochip bei Krebs	Die Biosensor-Chip-Technologie bietet schnellen und einfachen Zugriff auf wichtige Informationen zu DNA-Schäden durch krebserzeugende Verbindungen und hilft bei der Früherkennung von Dickdarmkrebs.
Biochip in der Medikamentenentwicklung	DNA-Chips, die genetische Unterschiede zwischen Menschen finden, die auf ein Medikament ansprechen, und solchen, die dies nicht tun, beginnend in Phase II oder im mittleren Stadium klinischer Studien.

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